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Milieux prospectés et méthodes d’inventaire ; la technique de la chambre humide.

Durant les stades mobiles de leur vie, les myxomycètes sont essentiellement des prédateurs de bactéries, qu’ils vont phagocyter dans des milieux très divers, mais toujours suffisamment humides pour permettre leurs déplacements. Ils ne s’en écarteront guère au moment de l’élaboration de leurs fructifications, cherchant simplement à s’élever sur les supports à leur portée afin d’assurer maturation et séchage des sporocarpes, et dispersion optimale de leurs spores.

Nous avons donc exploré les supports potentiels dans les milieux susceptibles d’accueillir les myxomycètes. Comme ils se développent souvent en grand nombre, ils attirent facilement le regard. Une loupe de grossissement 10X permet de confirmer leur présence et d’apporter des premiers éléments de détermination. Après prélèvement cette dernière se poursuit en laboratoire, où les récoltes sont examinées à l’aide d’une loupe binoculaire Nikon grossissement 9 à 80 fois et d’un microscope Realux BK 5000 muni des grossissements 40, 100, 200, 400 et 1000 avec huile à immersion. Les montages pour l’observation microscopique sont généralement faits à l’eau pure, quelques préparations ont été faites dans le conservateur de Hoyer.

Les milieux forestiers ont été les plus prolifiques, le bois mort en étant l’élément essentiel et indispensable. Les branches et les troncs au sol accueillent 70% des espèces que nous avons recensées. Les sporocarpes se situent la plupart du temps à la face infère, parfois aussi à l’intérieur du bois mort, la moindre fissure étant un espace suffisamment grand pour les accueillir. Certaines espèces sont très ubiquistes, d’autres plus ou moins spécialisées. Physarum album a été rencontré sur tout type de bois, avec l’écorce ou décortiqué, feuillu ou résineux, fraîchement tombé à terre ou au contraire dans un état de décomposition avancé, sur des ramilles ou des troncs de gros diamètre, parfois sur la litière de feuilles mortes. Par contre nos observations de Badhamia utricularis se sont faites essentiellement sur bois de feuillus, souvent sur chênes fraichement abattus.

Les aulnaies nous ont également apporté un bon nombre d’espèces, dont certaines spécialisées, comme Comatricha rutilipedata sur strobiles d’aulne glutineux (Alnus glutinosa).

La végétation vivante est parfois également colonisée, sans dommage pour elle puisqu’elle ne joue qu’un rôle de support. Ici également on retrouve des espèces ubiquistes et d’autres plus spécialisées. Ainsi Didymium melanospermum se rencontre souvent sur les touffes de Polytrichum formosum qui lui permettent d’élever ses sporocarpes au dessus de la strate muscinale, mais également sur d’autres bryophytes et sur le bois mort. Par contre Diderma ochraceum n’a été observé que sur l’hépatique Bazzania trilobata, sur les rochers des talus ou dans les barres rocheuses.

Les écorces d’arbres vivants sont aussi un milieu favorable, leurs anfractuosités pouvant abriter de minuscules espèces.

Sorti des milieux strictement forestiers nous avons prêté une attention particulière à des micro habitats :

- des lianes : des Clematites (Clematis vitalba, C. viticella), de la vigne (Vitis vinifera), de la vigne vierge (Parthenocissus sp.), du lierre (Hedera helix) et du houblon (Humulus lupulus). Nous y avons recensé 5% des espèces présentes sur le territoire du PNRVN, dont Licea eleanorae, espèce n’ayant été observée sur aucun autre milieu. 
- des écorces d’arbres vivants de milieux divers tels que jardins, vergers, haies et parcs en milieu urbain : 10% des espèces, dont 5 n’ayant été observées dans aucun autre milieu.
- des végétaux semi-ligneux vivants ou secs sur pied : des lavandes (Lavandula angustifolia, L. stocheas, L. dentata) et des giroflées (Erysimum sp.) sur lesquelles sont présentes 5% des espèces, sept d’entre elles n’ayant été trouvées sur aucun autre milieu).
- des débris végétaux divers sur les composts : nous n’y avons trouvé que des espèces fréquentes, à l’exception de Fuligo cinerea venu uniquement sur ce type de substrat.
- des fèces d’herbivores : cheval, chevreuil, lièvre. Une espèce rare (Hemitrichia pardina) a été trouvée sur crottin de cheval en 2010, 2011 et 2012.
- enfin une mention spécifique doit être faite pour une herbacée vivace de la famille des Asteracées, le Grand pétasite (Petasites hybridus), sous les feuilles duquel se développent 3 espèces de myxomycètes dont c’est l’habitat semble-t-il exclusif. Deux d’entre elles, Didymium tussilaginis et D. vernum, ont été observées sur le territoire du parc, la troisième, Diacheopsis sp., décrite mais pas encore nommée (KUHNT A. & al., 2014) fait l’objet de recherches annuelles.

10% des espèces se retrouvent dans ces 3 derniers milieux : composts, fèces et Pétasites.

Le tableau que vous pouvez télécharger ici récapitule espèce par espèce un exemple de récolte avec son substrat et son habitat.

Les prospections de terrain telles que relatées ci-dessus ne sont pas suffisantes pour mener un inventaire aussi complet que possible. De nombreuses espèces sont trop petites pour être décelées de cette manière, aussi avons nous eu recours à la technique dite de la chambre humide. Cette méthode a été développée par Gilbert et Martin (1933) et elle est employée systématiquement lors des inventaires. Le principe consiste à prélever des substrats potentiellement porteurs de spores ou de sclérotes, et à les placer dans un milieu confiné avec un taux d’humidité que l’on maintiendra élevé, des boites de Pétri par exemple. Nous avons adapté cette méthode et choisi des boites plastiques d’environ 15 x 10 x 4 cm, ce qui permet d’y placer des échantillons de taille supérieure et de créer ainsi une ambiance se rapprochant plus près des conditions naturelles que celle d’une boite de Pétri. Le couvercle est simplement posé sans être fermé hermétiquement, afin de laisser quelques échanges gazeux avec l’air ambiant. Nous garnissons le fond d’un papier absorbant et humidifions régulièrement à l’aide d’un vaporisateur. L’eau utilisée est simplement l’eau du robinet (sources d’Oberbronn) à température ambiante. Le milieu est observé à la loupe binoculaire tous les 4 à 5 jours. Parfois des plasmodes ou des myxomycètes apparaissent au bout de quelques jours ( 6 jours pour Licea eleanorae sur Hedera helix), mais généralement seulement après 4 à 5 semaines.

MC1  MC 2

Parfois également des plasmodes ne se décident pas à fructifier. Ils peuvent décéder et laisser la boite vide de toute trace, ou bien rester à l’état de plasmode pour une durée indéterminée. Un exemple ci-dessous : des écorces de Pin sylvestre vivant ont été prélevées en forêt de Hanau le 15 septembre 2017 et mises en chambre humide le même jour . Le plasmode est apparu le 5 décembre 2017. Minuscule et translucide au début, il a grandi et s’est un peu opacifié ; il a exploré tous les recoins de sa cellule, passant sous les écorces, revenant en surface, repassant et croisant ses traces depuis maintenant plus de deux ans (ce texte est écrit le 17 mars 2019), sans se lasser et sans daigner fructifier non plus. Qui sait quand il s’arrêtera ? va-t-il fructifier ou disparaître ? … Le myxomycétologue ne se lasse pas non plus d’inspecter et d’humidifier la culture tous les 3 à 4 jours ! …

boite 41_3 a 
16 mai 2018

Boite 41_3 b
17 mars 2019
Boite 41_3 d
17 mars 2019
boite 41_3 e
17 mars 2019

Pour résumer, les substrats mis en chambre humide ont été les suivants :
- des écorces d’arbres vivants ; uniquement 6 écorces sur 4 sites ont apporté 3 espèces non obtenues par ailleurs, cela laisse suggérer un potentiel important et le procédé devra être renouvelé à plus large échelle
- des lianes comme citées ci-dessus
- des lavandes et des giroflées
- des fèces d’herbivores

22 espèces ont ainsi été obtenues uniquement en chambre humide, soit 18% de l’inventaire

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